Virus del Oeste del Nilo (West Nile Virus): ¿Estamos preparados?

11/08/2006

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Enero 2003

Autor: Juan García de Lomas.
Servicio de Microbiología. Hospital Clínico Universitario y Facultad de Medicina. Instituto Valenciano de Microbiología. Valencia.
Palabra clave: virus del Oeste del Nilo

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 El virus del Oeste del Nilo (WNV: West Nile Virus) ha supuesto recientemente un cambio de actitud respecto a su repercusión. El verano de 1999 supuso una nueva preocupación para Estados Unidos y desde entonces se han multiplicado los esfuerzos para conocer en profundidad su epidemiología, los métodos de diagnósticos y el planteamiento preventivo y terapéutico.

Desde su descubrimiento en 1937, era un virus que despertaba poca preocupación en los países con el suficiente potencial investigador como para que se dedicasen los recursos y esfuerzos necesarios para profundizar en su conocimiento. Los brotes con afectación humana se habían producido en países con escasos recursos (África, Medio y Lejano Oriente, Cuenca mediterránea, Rumania y Rusia).

La llamada de atención surge cuando un médico de Queens (Nueva York), comunica la coincidencia de dos casos de meningoencefalitis en el mismo hospital a las autoridades sanitarias del Estado de Nueva York. Un tercer caso comunicado desde otro hospital mientras se desarrollaba la investigación epidemiológica y la llamada de alerta a todos los hospitales de Nueva York, detectó varios casos más.

Estos casos fueron atribuidos inicialmente a la infección por el virus de la encefalitis de Saint Louis. El conocimiento por parte de las autoridades veterinarias de esta noticia a través de los medios de comunicación, precisamente cuando se encontraban investigando la muerte de miles de córvidos (Corvus brachyrhinchos) y la muerte de algunas aves exóticas en el zoológico de Bronx (Nueva York) llevó a investigar si podía existir alguna relación entre la afectación humana y animal.

Inicialmente se pensó en una epidemia por el virus de la encefalitis de Saint Louis y se diagnosticó como tal, a pesar de que existían algunas diferencias importantes ya que con ésta infección no debía producirse la muerte de las aves portadoras.

El estudio anatomopatológico de estas aves llevó al descubrimiento, con la participación de los CDC, de que se trataba del virus del Oeste del Nilo (WNV). Desde entonces los acontecimientos y las investigaciones se han sucedido de una forma rápida, y lo que parecía un problema circunscrito inicialmente al Estado de Nueva York y de los estados vecinos de Nueva Jersey y Connecticut, ha rebasado todas las previsiones, habiéndose detectado actualmente incluso un caso humano en Los Ángeles (California), quedando únicamente menos de 10 estados de la Unión, en los que no se han detectado al menos casos de afectación animal.

El WNV es un virus de la familia Flaviviridae que incluye unos 70 virus distintos. Los viriones son esféricos con un RNA monocatenario de signo positivo (RNA ss+) rodeado de una cápside y una membrana lipídica de doble capa en la que se encuentran inmersas las proteínas de envoltura y de membrana.

El genoma del virus de unos 11 Kb, se caracteriza por tener una región no-codificante en cada uno de sus extremos 5´y 3´ (5´-UTR: Untraslated region, y 3´-UTR). El genoma tiene una única región de comienzo de lectura (Open Reading Frame), y codifica una poliproteína que se traslada y se procesa postraslacionalmente por proteasas víricas y celulares. Así se obtienen tres proteínas estructurales (cápside –C-, premembrana –prM- o membrana –M- y envoltura –E-) y siete proteínas no-estructurales (NS1, NS2a, NS2b, NS3, NS4a, NS4b y NS5).

La mayoría de los Flaviviridae son transmitidos por artrópodos, mosquitos o garrapatas, por lo que son Arbovirus (Arthropod Borne Virus). Entre los más importantes Flaviviridae transmitidos por artrópodos se encuentran:

WNV (West Nile Encephalitis virus) – Encefalitis del Nilo Occidental (África, Asia, Europa, y recientemente Norteamérica).
Yellow fever virus (YF) – Fiebre amarilla.
Dengue viruses – 4 serotipos – (DEN-1, -2, -3, -4) – Dengue.
Japanese Encephalitis virus (JE) – Encefalitis Japonesa (Asia, Oceanía y Australia).
Murray Valley Encephalitis virus (MVE) – Encefalitis del Valle del Murray (Australia).
Tick-borne encephalitis virus (TBE) – Encefalitis transmitida por garrapatas.
St. Louis Encephalitis virus (SLE) – Encefalitis de San Luis (Norteamérica y Sudamérica).
Otros: Cacipacore (Sudamérica); Koutango (África); Alfuy (Australia); Kunjin (Australia).

El WNV pertenece a un serocomplejo (virus con similitudes antigénicas) en el que se encuentran los virus de la encefalitis de Saint Louis, virus de la encefalitis japonesa, virus del valle del Murray, virus Cacipacore, Koutango, Alfuy, Kunjin y Yaounde.

Por ello, la confusión inicial diagnóstica del brote de Nueva York como virus de la encefalitis de Saint Louis al realizar pruebas serológicas. Su reservorio principal son las aves y éstas, durante sus migraciones, lo trasladan y extienden la infección.

De esta forma se ha extendido en tres años por muchos estados de la Unión en Estados Unidos y se piensa que pasará a Centro y Sudamérica. La transmisión entre aves y de éstas al hombre y a otros animales se realiza a través de mosquitos, principalmente del género Culex.

Este virus (WNV) fue aislado en 1937 en una mujer febril en la provincia de West Nile en Uganda (actualmente provincia de Nile), y posteriormente de pacientes, aves y mosquitos en Egipto a principios de los años 1950. Estaba muy distribuido en África, Oriente medio, y Asia Occidental. En las regiones endémicas la mayoría de las infecciones son asintomáticas o cursan con enfermedad leve o subclínica, siendo más grave en ancianos.

Se han producido epidemias en Israel (1950), Francia (1962), Argelia (1994), Marruecos, 1996), Rumanía (1996), Túnez (1997), República Checa (1997), Italia (1998), Israel (1997-2000), Rusia – Volgograd – (1999), Estados Unidos (1999-2002), y Francia (2000).

De las epidemias europeas, la de Rumania de 1996 ocurrió en Bucarest y en áreas alrededor de Rumania con más de 800 casos de infección del sistema nervioso central (tasa de ataque 12/100.000) con un 15% de mortalidad debida a los casos que cursaban con encefalitis, y aunque con menor intensidad continua en la actualidad (Cernescu et al. 2000).

Aunque su transmisión es a través de mosquitos infectados, en la epidemia de EE.UU. se ha demostrado también la transmisión a través de transfusiones, trasplantes, e incluso de la lactancia. Estas situaciones eran impensables previamente debido a que se admite que el virus permanece poco tiempo en la sangre.

Desde que apareció el WNV en Estados Unidos por primera vez (Nueva York, 1999), afectando en aquel momento a 62 personas que fueron hospitalizadas y entre las que se produjeron 7 fallecimientos, se ha extendido a muchos estados de la Unión (al menos 41 estados).

Actualmente, se calcula que ha afectado a unas 3.104 personas (Octubre, 2002) con unos 172 fallecimientos. En EE.UU., la infección se ha detectado fundamentalmente en aves y en caballos, aunque también ha afectado a personas y algunos otros animales domésticos o salvajes.

En las personas, aunque suele dar sintomatología leve en el 20% de los infectados, en 1 de cada 150 ó 200 personas provoca un cuadro grave tras propagarse el virus al sistema nervioso provocando una encefalitis con riesgo de fallecimiento. La infección por el virus se ha relacionado además con cuadros de parálisis similar a la producida por el virus de la poliomielitis. Los individuos infectados, incluso asintomáticos, desarrollan inmunidad duradera. 

Vacunas humanas

Para uso humano se han desarrollado dos tipos de vacunas recombinantes. La primera de ellas se preparó utilizando un virus similar al WNV pero sin el neurotropismo de éste. El virus utilizado fue el virus del Dengue tipo 4.

Esta investigación fue realizada por un equipo del NIAID (National Institute for Allergy and Infectious Diseases) y del Walter Reed Army Institute of Research. La vacuna se preparó con una cepa atenuada del virus del Dengue en el que se sustituyeron los genes inductores de anticuerpos neutralizantes, por los genes equivalentes del WNV (Pletnev AG. et al. 2002).

La segunda vacuna que se ha elaborado, y que va a ser sometida a ensayos clínicos a principios de 2003, es la ChimeriVax-West Nile producida por Acambis, cuyos resultados preclínicos han sido presentados en el 42nd Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC) celebrado en San Diego (California) el 27 de septiembre de 2002.

En modelos experimentales preclínicos la vacuna induce niveles elevados de anticuerpos neutralizantes y se ha demostrado que protege frente a la exposición a cepas del WNV salvaje (no adaptadas al laboratorio). Esta vacuna se ha preparado con una cepa de virus recombinante preparada a partir de la cepa atenuada 17D del virus de la fiebre amarilla utilizada para las vacunas frente a esta infección.

En esta cepa atenuada se han sustituido los genes que codifican los antígenos de envoltura, inductores de anticuerpos neutralizantes, por los genes correspondientes del WNV. El proyecto ha sido el fruto de una asignación de 3 millones de dólares en agosto del año 2.000 por parte del US National Institute of Health, concedidos para el desarrollo experimental, pero sin que se incluyesen los costes de los ensayos clínicos que se realizarán en breve. Existe otra vacuna de DNA en fase experimental que también cuenta con apoyo del NIAID.

Perspectivas terapéuticas humanas

Únicamente existen algunas experiencias in vitro que esperan poder confirmarse in vivo: ribavirina e interferón-alfa 2b (Jordan et al. 2000; Anderson et al. 2002). Existe descrita una mejoría importante tras la administración de un preparado de inmunoglobulinas en Israel en el que después se demostró que existían anticuerpos frente al virus (Shimoni et al. 2001).

WNV en animales

Las aves eran los animales que se han considerado implicadas como reservorio para la transmisión a través de los mosquitos. Ello es debido a que padecen la infección pero no se afectan habitualmente por ella.

Otros animales, como los caballos o roedores, podrían padecer las consecuencias de la infección pero serían elementos finales de la cadena porque a partir de ellos no podrían transmitir el virus los mosquitos debido a que el virus no permanecería mucho tiempo en sangre.

La epidemia de EE.UU. ha cambiado ésta concepción ya que la gran mortalidad detectada en los córvidos (Corvus branchyrhynchus) antes de detectarse los casos humanos en Nueva York era desconocida e impensable previamente.

Las investigaciones realizadas han detectado la infección en más de 60 especies de aves, entre las que se incluyen a los gorriones, o incluso aves exóticas de zoológicos. Las aves además de actuar como reservorio, serían las que propagarían la infección a distancia con sus migraciones. Esta es la forma en la que se admite que se está extendiendo actualmente por todo EE.UU., y la que se ha demostrado en Israel recientemente con las cigüeñas procedentes de Europa central (Malkinson et al. 2002).

Los caballos y aves son los animales que padecen la infección más grave por el WNV. Se han detectado miles de aves infectadas de más de 100 especies distintas en Estados Unidos. Entre las aves, las más sensibles a la infección por el virus son las de la familia Corvidae (en EE.UU. se detectó la muerte de muchas cornejas) y de aves exóticas en el zoológico de Bronx y Queens (Nueva York).

Asimismo, cientos de caballos han contraído la encefalitis producida por el WNV y se calcula que uno de cada tres animales fallece como consecuencia de la infección. Pueden infectarse, además de aves y caballos, otros animales, manifestando una sintomatología neurológica (gatos, perros, conejos, racoons, ardillas, murciélagos, etc.), aunque parece que los perros y gatos son muy resistentes a la enfermedad (se conoce un caso de muerte en un gato como consecuencia de la enfermedad en EE.UU.).

En un estudio realizado en el distrito de Queens (Nueva York) se detectó un 5 a 11% de perros con anticuerpos, pero no se detectó ninguna muerte por la infección. Hay que pensar en esta infección ante la existencia de enfermedad neurológica en estos animales (confusión, parálisis, convulsiones, etc.).

En los caballos, el virus afecta principalmente al cerebro y nervios. Por ello, los síntomas incluyen cambios de conducta, hiperrespuesta a ruidos y contacto, contracturas musculares, caídas o movimientos circulares. La enfermedad puede progresar y manifestarse como incapacidad para mantenerse de pie, convulsiones y muerte.

Estos animales no necesitan mantenerse en cuarentena si se diagnostican de infección por el WNV ya que los animales enfermos no transmiten la enfermedad y tampoco existe ninguna evidencia de la transmisión a personas por contacto directo con animales enfermos.

Tampoco el virus permanece en la sangre circulante del caballo, por lo que no es una fuente de infección para los mosquitos. El riesgo de que los animales adquieran la infección depende de la exposición a los mosquitos.

Así, los pájaros enjaulados tienen más riesgo si se cuelgan las jaulas en el exterior, a diferencia de si se mantienen en el interior. No existe tratamiento específico antiviral y lo único que se puede hacer es controlar sus contracturas y mantener su hidratación y nutrición.

Medidas de prevención animal y vacunación

En Estados Unidos existe una gran preocupación por la afectación de los caballos. La infección comenzó a detectarse en ellos desde la introducción de la enfermedad en aquel país en 1999, provocando casos fatales. Por este motivo, se han tenido que suspender espectáculos ecuestres, se han trasladado de lugar algunos ejemplares valiosos y no han acudido a competiciones internacionales caballos europeos. También en Europa (Italia y Francia) se han producido epizootias equinas.

Una forma limitada de luchar contra la enfermedad es evitando la exposición a las picaduras de mosquitos, manteniendo los caballos en el interior de los establos en los momentos de mayor riesgo de picaduras de mosquitos (atardecer y noche), así como utilizando insecticidas y repelentes de mosquitos.

En este sentido, se están investigando larvicidas para luchar contra las larvas de los mosquitos. Además, se recomienda el control de todos los lugares donde puedan desarrollarse las larvas de mosquitos, incluido las cubiertas de ruedas de vehículos que puedan acumular agua.

La prevención ideal es mediante vacunas de uso veterinario. Estas vacunas se comenzaron a desarrollar y producir en “Fort Dodge Animal Health”. Esta empresa obtuvo una “aprobación condicional” del Departamento de Agricultura Americano el 1 de agosto de 2001.

La aprobación condicional se otorgó por tratarse de una situación que requería una actuación urgente, por haberse demostrado que el producto tenía suficiente pureza y seguridad, y al mismo tiempo se tenía una esperanza razonable de eficacia, aunque no se tuviese en aquel momento información suficiente de su eficacia y potencia.

Cuando se introdujo la disponibilidad de la vacuna era limitada e insuficiente para la cantidad requerida para inmunizar a todos los caballos existentes en EE.UU., ya que la enfermedad se había detectado en muchos lugares.

Por este motivo, se utilizó primero en aquellos lugares donde se habían detectado caballos con resultados de pruebas positivas para el WNV. La vacuna existente requiere dos dosis de 1 mL intramusculares separadas tres a seis semanas entre ellas y una dosis de recuerdo anual. No se han observado efectos adversos importantes en los animales.

Algunos se habían planteado la posibilidad de que se pudiese proteger a los caballos con las vacunas utilizadas para inmunizar frente a la infección por el virus de la Encefalitis Equina Occidental –WEE- (Western Equine Encephalitis) o el virus de la Encefalitis Equina Oriental –EEE- (Eastern Equine Encephalitis), pero no es posible al no existir reacción cruzada entre estos dos virus y el WNV aunque sean de la misma familia.

Diagnóstico de laboratorio

La experiencia de EE.UU. ha enseñado que debe incluirse el diagnóstico diferencial de esta infección ante un cuadro febril en verano y ante los casos de encefalitis y meningitis aséptica. El método convencional de diagnóstico más utilizado es la serología. La serología puede realizarse con muestras de suero o de líquido cefalorraquídeo. Existen varios tipos de pruebas serológicas:

ELISA IgM de captura (IgM capture enzyme linked immunosorbent assay). El problema es que esta prueba no puede diferenciar entre la infección por los virus del mismo serogrupo: WNV, SLE, JE, MVE.

Seroneutralización: Detecta anticuerpos neutralizantes específicos de cada uno. El método de seroneutralización más usado es la reducción de placas (Plaque reduction neutralization assay –PRNT-). Requiere disponer de cada uno de los virus y es lento en realizarse.

El aislamiento en cultivo celular con muestras de LCR, suero, o tejido, y para identificar el virus aislado requiere una prueba de inmunofluorescencia con anticuerpos monoclonales. Sus limitaciones principales son que puede tardar una semana, se necesita la presencia de virus viable en las muestras y disponer de los anticuerpos monoclonales específicos para realizar el tipado del virus aislado.

Los métodos de microbiología molecular obvian los problemas anteriores. Se han utilizado distintas variantes de RT-PCR. El problema que pueden plantear es la variabilidad genética entre las distintas cepas.

Así, la cepa de Uganda de 1937 tiene únicamente un 79% de similitud con la cepa aislada en Nueva York en 1999. Existen métodos publicados que detectan genes de grupo y otros métodos que detectan genes de cepas de virus concretos.

El problema de los métodos publicados es que muchos han sido aplicados únicamente a cultivos de virus y por lo tanto la carga vírica es muy superior a la que puede encontrarse en las muestras.

Medidas de bioseguridad para su producción y manejo

El WNV es un agente clasificado como BSL-3 (Biosafety level 3). Por ello, se recomienda utilizar instalaciones de este nivel de seguridad biológica.

Ello en esencia implica trabajar en laboratorios con doble puerta de acceso, presión negativa en su interior, limitación del acceso a personas y manipulación de las muestras en cabinas de seguridad biológica de clase IIA.

Para manipular las muestras con fines diagnósticos en aquellos centros que no disponen de instalaciones de tipo BSL-3 puede utilizarse un laboratorio de bioseguridad de nivel 2, siempre que se cumplan algunas condiciones como: salida del aire al exterior a través de un sistema de filtración, dirección de flujo de aire desde el exterior al interior del laboratorio, acceso restringido de personas al laboratorio durante el trabajo con las muestras, seguir las normas de trabajo en un laboratorio de bioseguridad de nivel 3, realización de las manipulaciones dentro de cabinas de bioseguridad de nivel 2, realizar todas las pruebas que puedan general aerosoles, incluido los lavados de las pruebas de ELISA, en el interior de cabinas de seguridad de clase II.

Comentarios personales

La situación epidémica humana y animal que ha sorprendido a EE.UU. se ha planteado también en otros países de Europa. De ellas, las epidemias humanas de Rumania y de Rusia se consideran las más importantes. En Francia e Italia la situación ha preocupado más por la afectación equina.

Actualmente se consideran algunos países europeos como un lugar desde el que las migraciones de aves pueden llevar el virus a otros lugares (por ejemplo cigüeñas a Israel).

El desarrollo inicial de la epidemia en EE.UU. debe hacernos reflexionar sobre la necesidad de una preparación previa y de una coordinación de las administraciones con responsabilidad veterinaria y sanitaria para que no se lleven a cabo investigaciones epidemiológicas que pueden afectar a personas y animales sin una comunicación mutua.

Por otra parte, en EE.UU. existía preparación previa para estudiar una arbovirosis, por la existencia de este tipo de infecciones endémicas en aquel país, como son las producidas por los virus de las encefalitis equinas, que pueden afectar a personas. Ello hacia que hubiese laboratorios preparados para realizar este tipo de diagnóstico.

Desconocemos cuál es la realidad general en España, pero debemos ser conscientes de que hay que pensar en el diagnóstico diferencial de esta infección, al menos, cuando se den casos de encefalitis o de meningitis aséptica en las épocas del año cuando los mosquitos están presentes, y más aún cuando a estos síndromes se unen signos de debilidad muscular o de parálisis fláccida. Poco podrán hacer los clínicos para este diagnóstico si no cuentan con laboratorios con los métodos rápidos necesarios para ello, por lo que también debemos tenerlos organizados.

Bibliografía de consulta

Anderson JF, Rahal JJ. Efficacy of interferon alpha-2b and ribavirin against West Nile virus in vitro. Emerg Infect Dis. 2002; 8: 107-8.

Asnis DS, Conetta R, Teixeira AA, Waldman G, Sampson BA. The West Nile Virus outbreak of 1999 in New York: the Flushing Hospital experience. Clin Infect Dis. 2000; 30: 413-8.

CDC. West Nile virus infection in organ donor and transplant recipients–Georgia and Florida, 2002. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2002; 51: 790.

CDC. West Nile Virus Activity — United States, September 26–October 2, 2002, and Investigations of West Nile Virus Infections in Recipients of Blood Transfusion and Organ Transplantation. MMWR 2002 / 51(39); 884,895

CDC. Investigations of West Nile virus infections in recipients of blood transfusions. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2002; 51: 973-4.

CDC. Possible West Nile virus transmission to an infant through breast-feeding–Michigan, 2002. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2002; 51: 877-8.

Cernescu C, Nedelcu NI, Tardei G, Ruta S, Tsai TF. Continued transmission of West Nile virus to humans in southeastern Romania, 1997-1998. J Infect Dis. 2000; 181: 710-2.

Chowers MY, Lang R, Nassar F, Ben-David D, Giladi M, Rubinshtein E, Itzhaki A, Mishal J, Siegman-Igra Y, Kitzes R, Pick N, Landau Z, Wolf D, Bin H, Mendelson E, Pitlik SD, Weinberger M. Clinical characteristics of the West Nile fever outbreak, Israel, 2000. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 675-8.

Craven RB, Roehrig JT. West Nile virus. JAMA. 2001; 286: 651-3.

Durand B, Chevalier V, Pouillot R, Labie J, Marendat I, Murgue B, Zeller H, Zientara S. West Nile virus outbreak in horses, southern France, 2000: results of a serosurvey. Emerg Infect Dis. 2002; 8: 777-82.

Eidson M, Komar N, Sorhage F, Nelson R, Talbot T, Mostashari F, McLean R. Crow deaths as a sentinel surveillance system for West Nile virus in the northeastern United States, 1999. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 615-20.

Fine A, Layton M. Lessons from the West Nile viral encephalitis outbreak in New York City, 1999: implications for bioterrorism preparedness. Clin Infect Dis. 2001; 32: 277-82.

Garmendia AE, Van Kruiningen HJ, French RA, Anderson JF, Andreadis TG, Kumar A, West AB. Recovery and identification of West Nile virus from a hawk in winter. J Clin Microbiol. 2000; 38: 3110-1.

Giladi M, Metzkor-Cotter E, Martin DA, Siegman-Igra Y, Korczyn AD, Rosso R, Berger SA, Campbell GL, Lanciotti RS. West Nile encephalitis in Israel, 1999: the New York connection. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 659-61

Glass JD, Samuels O, Rich MM. Poliomyelitis due to West Nile virus. N Engl J Med. 2002; 347: 1280-1.

Jordan I, Briese T, Fischer N, Lau JY, Lipkin WI. Ribavirin inhibits West Nile virus replication and cytopathic effect in neural cells. J Infect Dis. 2000; 182: 1214-7.

Langevin SA, Bunning M, Davis B, Komar N. Experimental infection of chickens as candidate sentinels for West Nile virus. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 726-9.

Leis AA, Stokic DS, Polk JL, Dostrow V, Winkelmann M. A poliomyelitis-like syndrome from West Nile virus infection. N Engl J Med. 2002; 347: 1279-80.

Malkinson M, Banet C, Weisman Y, Pokamunski S, King R, Drouet MT, Deubel V. Introduction of West Nile virus in the Middle East by migrating white storks. Emerg Infect Dis. 2002; 8: 392-7.

Marfin AA, Gubler DJ. West Nile encephalitis: an emerging disease in the United States. Clin Infect Dis. 2001; 33: 1713-9.

Murgue B, Murri S, Zientara S, Durand B, Durand JP, Zeller H. West Nile outbreak in horses in southern France, 2000: the return after 35 years. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 692-6.

Nash D, Mostashari F, Fine A, Miller J, O’Leary D, Murray K, Huang A, Rosenberg A, Greenberg A, Sherman M, Wong S, Layton M. The outbreak of West Nile virus infection in the New York City area in 1999. N Engl J Med. 2001; 344: 1807-14.

Petersen LR, Roehrig JT. West Nile virus: a reemerging global pathogen. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 611-4.

Petersen LR, Roehrig JT, Hughes JM. West Nile virus encephalitis. N Engl J Med. 2002; 347: 1225-6.

Platonov AE, Shipulin GA, Shipulina OY, Tyutyunnik EN, Frolochkina TI, Lanciotti RS, Yazyshina S, Platonova OV, Obukhov IL, Zhukov AN, Vengerov YY, Pokrovskii VI. Outbreak of West Nile virus infection, Volgograd Region, Russia, 1999. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 128-32.

Pletnev AG. et al. West Nile virus/dengue type 4 virus chimeras that are reduced in neurovirulence and peripheral virulence without loss of immunogenicity or protective efficacy. Proceeding of the National Academy of Sciences 2002; 99: 3036-41.

Shimoni Z, Niven MJ, Pitlick S, Bulvik S. Treatment of West Nile virus encephalitis with intravenous immunoglobulin. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 759.

Tardei G, Ruta S, Chitu V, Rossi C, Tsai TF, Cernescu C. Evaluation of immunoglobulin M (IgM) and IgG enzyme immunoassays in serologic diagnosis of West Nile Virus infection. J Clin Microbiol. 2000; 38: 2232-9.

Tyler KL. West Nile virus encephalitis in America. N Engl J Med. 2001; 344: 1858-9.

Weiss D, Carr D, Kellachan J, Tan C, Phillips M, Bresnitz E, Layton M. Clinical findings of West Nile virus infection in hospitalized patients, New York and New Jersey, 2000. Emerg Infect Dis. 2001; 7: 654-8.

Enlaces de interés relacionados con el tema

CDC Division of Vector-Borne Infectious Diseases

CDC West Nile virus

Provisional Surveillance Summary of the West Nile Virus Epidemic — United States, January–November 2002. MMWR 2002 / 51(50); 1129-1133 Laboratory-Acquired West Nile Virus Infections — United States, 2002. MMWR 2002 / 51(50); 1133-1135, 1129-1133

West Nile Virus Activity — United States, November 21–26, 2002. MMWR 2002 / 51(47); 1072-1073

Acute Flaccid Paralysis Syndrome Associated with West Nile Virus Infection — Mississippi and Louisiana, July–August 2002. MMWR 2002; 51(37) ;825-828

Update: Surveillance for West Nile Virus in Overwintering Mosquitoes — New York, 2000. MMWR 2000; 49(9): 178-179

Guidelines for Surveillance, Prevention, and Control of West Nile Virus Infection — United States. MMWR 2000; 49(2): 25-28

First isolation of West Nile virus from a patient with encephalitis in the United States. Huang C, Slater B, Rudd R, Parchuri N, Hull R, Dupuis M, Hindenburg A. Emerging Infectious Diseases 2002; 8 (12): 1367-1371

Efficacy of killed virus vaccine, live attenuated chimeric virus vaccine, and passive immunization for prevention of West Nile virus encephalitis in hamster model. Tesh RB, Arroyo J, Travassos da Rosa AP, Guzman H, Xiao SH, Monath TP. Emerging Infectious Diseases 2002; 8 (12): 1392-1397

Special West Nile Virus edition of Emerging Infectious Diseases Journal. Aug 2001; 7 (4)

Centers for Disease Control and Prevention. Epidemic/Epizootic West Nile virus in the United States: Revised Guidelines for Surveillance, Prevention, and Control.

West Nile Virus Brochure

West Nile Virus. Campbell GL, Marfin AM, Lanciotti RS, and Gubler DG. Lancet Infect Dis. 2002; 2: 519-29

West Nile Virus: a primer for the clinician (Review). Petersen LR, Marfin AA. Ann Intern Med 2002; 137: 173-179

 

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